Parasitologia manual

SEMESTRE AGOSTO 2017 – ENERO 2018 TÉCNICAS PARASITOLÓGICAS BRENDA HERNÁNDEZ SÁNCHEZ NOMBRE DEL ALUMNO: ____________________________________________ GRUPO: 3°AVLC. EQUIPO: 1 INDICE: INTRODUCCIÓN OBJETIVOS DEL MANUAL REGLAMENTOS DESARROLLO DE PROCEDIMIENTOS Practica 1.- “OBSERVACION DE PROTOSOARIOS” Practica 2.- “METODO CPS DIRECTO O EN FRESCO ” Practica 3.- “ ” Practica 4.- “ ” Practica 5.- “ ” Practica 6.- “ ” Practica 7.- “ ” Practica 8.- “ ” Practica 9.- “ ” Practica 10.- “ ” INTRODUCCIÓN. En el presente manual, de prácticas de Laboratorio de la materia “Identifica Microorganismos Mediante Técnicas Parasitológicas”, del Módulo Profesional II, está dirigido a las y los alumnos del tercer semestre del Bachillerato Tecnológico en Laboratorio Clínico, del Área Químico Biológicas, en el cual adquirirá una guía de estudio para que se inicien en los complejos conocimientos de la Parasitología Medica. Su contenido intenta motivar una actitud investigadora, ya que la Microbiología es una ciencia muy amplia que exige del Análisis Clínico, seguir toda una metodología que los llevara a la identificación anatómica fisiológica de formas de vida que muchas veces no podremos ver e identificar a simple vista, lo que lleva al Técnico Laboratorista a constante investigación bibliográfica para emitir un resultado verdadero en su práctica. Es la recopilación de una serie de técnicas que se pondrán en práctica en este tercer semestre, en el Modulo Profesional II, de especialidad y que posteriormente se seguirán poniendo en práctica en los Módulos Profesionales posteriores hasta concluir sus conocimientos prácticos. Será el inicio de su trabajo como Técnico Profesional en los laboratorios de parasitología y bacteriología, para detectar las diferentes alteraciones patológicas bajo un estricto control de calidad, actuando con ética profesional, respetando la normatividad vigente de salud y conservación ambiental, bajo la supervisión estricta de sus Facilitadores. Al final, después de haber cursado los cinco módulos profesionales de la Especialidad, estará capacitado y preparado para incorporarse al mercado laboral y/o continuar con sus estudios a nivel superior. El conocimiento de la anatomía y fisiología parasitaria, así como de los mecanismos de transmisión parasito-huésped son el antecedente para el buen desempeño de las técnicas de recolección en el humano y del conocimiento de las distintas Normas Oficiales Mexicanas (NOM) aplicadas al desempeño del Laboratorio Clínico, las normas, ISO de la estandarización del trabajo en él, son fundamentales y la importancia de la observación y aplicación son vitales en la preservación de su salud, de la conservación de su entorno, al desechar los Residuos Peligrosos Biológicos Infecciosos, RPBI, generados en su trabajo práctico en Laboratorio Clínico. OBJETIVOS DEL MANUAL: El objetivo fundamental de la práctica del técnico profesional en el área de Laboratorio Clínico es realizar métodos analíticos, cualitativos y cuantitativos, a las muestras obtenidas, para emitir un correcto resultado (sin margen de error). El técnico profesional estará consciente que son los principales auxiliares de los profesionales de la medicina para hacer un adecuado diagnóstico de las alteraciones de un paciente y pueda instalar un adecuado tratamiento. MARCO NORMATIVO: El Técnico Profesional en laboratorio clínico, será sabedor de las Normas Oficiales Mexicanas aplicadas al funcionamiento de un laboratorio clínico, como son: NOM-007-SSA3-2011 NOM-087-ECOL-1995 NOM-077-SSA1-1994 (1996-07-01) NOM-253-SSA1-2012 NOM-016-SSA3-2012 NOM-005-STPS-1998 PROPOSITO DEL MANUAL: El presente manual de prácticas de “Identifica Microorganismos Mediante Técnicas Parasitológicas” será de utilidad al alumno de la especialidad, ya que contiene las prácticas apegadas al Programa de Estudios de la DGETI, y proporciona al alumno información que le permita conocer los procedimientos para la identificación de los parásitos que causan patologías a los humanos. ALCANCE DEL MANUAL: El conocimiento teórico de la materia “Identifica Microorganismos Mediante Técnicas Parasitológicas”, así como el conocimiento de la normatividad vigente para el funcionamiento del laboratorio de análisis clínicos parasitológicos, es de fundamental importancia para iniciar el proceso de una adecuada toma de muestras e iniciar el análisis analítico de estas, para que el paciente, con la indicación de su médico inicie un adecuado tratamiento. El alumno aplicará las competencias profesionales, para el desempeño de su proceso de aprendizaje, o de técnico profesional en el área laboral. REGLAMENTO INTERNO DE LABORATORIOS. El presente manual tiene por objeto que todo alumno, de la especialidad, conozca las normas que deben llevarse a cabo para el buen funcionamiento de un laboratorio de análisis clínicos, así como para la seguridad propia del alumno, de sus compañeros de equipo, como de sus pacientes. Se apegará estrictamente a los reglamentos propios de los laboratorios donde desarrolle su práctica. Aplicará rigurosamente las normas de bioseguridad: métodos de barrera, desecho de materiales, puntualidad, presentación y material necesarios para cada práctica. DESARROLLO DE PROCEDIMIENTOS PRACTICA Nº 1 OBSERVACION DE PROTOSOARIOS OBJETIVO: Mediante una muestra de agua estancada, identificar las diversas clases de protozoarios, en base a la presencia o ausencia de medios de locomoción. INTRODUCCIÓN: Los protozoarios se caracterizan por ser organismos unicelulares que pueden clasificarse como un filo de animales o el filo de los protistas. Son funcionalmente complejos, aunque la estructura de algunos de ellos es relativamente sencilla. Los protozoarios constan de uno o varios núcleos. Son primariamente acuáticos y viven en agua dulce o salada. Algunos viven en suelo húmedo arrastrándose en la capa de agua que rodea a cada partícula del suelo. Los protozoarios parásitos se pueden encontrar en sangre y líquidos tisulares. Algunos forman esporas o quistes inactivos que pueden resistir la desecación. Pueden ser distribuidos por partículas de polvo de un hábitat a otro. Las 25 000 especies, aproximadamente, de protozoarios se dividen en cinco clases, que se distinguen por sus medios de locomoción y por otras características. Los flagelados o mastigoforos tienen uno o más flagelos largos a modo de látigo; los sarcodinos o rizópodos se desplazan formando seudópodos. los ciliados se caracterizan por la presencia de muchos cilios cortos a modo de pelos que se mueven en forma coordinada para desplazarse. Los suctoria jóvenes tienen cilios pero los adultos tienen tentáculos (en nuestro curso no consideraremos esta clasificación) y los esporozoarios que son parásitos que carecen de estructuras locomotrices. MATERIAL: MICROSCOPIO PIPETA PASTEUR. PORTA OBJETOS CUBRE OBJETOS. MATERIAL BIOLÓGICO. MUESTRA DE AGUA ESTANCADA. DESARROLLO 1.- De las muestras recolectadas, colocar una gota de la muestra biológica encima de un portaobjetos limpio. 2.- Cubrir la preparación con un cubre objetos y observar al microscopio con objetivos de 10x y 40x. 3.- Observar, identificar y clasificar a los grupos de protozoarios de acuerdo a la locomoción que presenten. Coloque en otro porta objetos una gota de la muestra y adicione una gota de colorante, observar y registrar los cambios. Resultados: 1.- MUESTRA DE AGUA ESTANCADA 2.- MUESTRA ADICIONANDO CON UN COLORANTE CONCLUSIÓN: En esta práctica, observamos a lo protozoarios los cuales son organismos unicelulares, y mas grandes que las procariotas, también observamos que se mueven. Mediante esta práctica reforzamos lo aprendido con el Microscopio como y la primera vez que empezamos a analizar sus partes, también nos dimos cuenta que más que nada es tener paciencia hacia la localización o identificación de los organismos. Cuestionario. 1.- Anote las principales características de los protozoarios. Son organismos unicelulares. Son mas grandes que las procariotas. Los protozoarios se mueven. 2.- Clasifique, describa y anote un ejemplo en cada uno de los grupos de importancia médica de los protozoarios Organismos unicelulares eucarióticos. La clasificación tradicional, basada fundamentalmente en las estructuras de locomoción, está sufriendo modificaciones gracias a las nuevas fuentes de información. Su tamaño oscila entre 2 - 200 µm. Presentan núcleo(s), diversos organelos y citoesqueleto. La mayor parte son móviles y heterótrofos. El alimento es digerido en vacuolas alimenticias. El agua excedente es eliminada por medio de vacuolas contráctiles. Su reproducción, asexual o sexual, puede ser sencilla (división binaria) o compleja (esquizogonia, merogonia, gametogonia, esporogonia). El número de protozoos que se transmiten en forma natural entre humanos y otros vertebrados (zoonosis) es impo 3.- Defina el concepto de osmosis. Difusión que tiene lugar entre dos líquidos o gases capaces de mezclarse a través de un tabique o membrana semipermeable. 4.- Explique la preparación y utilidad de la solución salina isotónica El uso de la solución salina, ayuda a limpiar el polen, el polvo y otros residuos 5.- Defina que es un colorante, cuantos tipos existen y de qué manera actúan. Sustancia soluble en agua, capaz de teñir y dar un nuevo color a un tejido, alimento, etc.; puede ser de origen natural o sintético Colorantes Sustantivos: Son colorantes que pueden teñir directamente las fibras de algodón. Colorantes Mordientes: El mordiente es un producto que se adiciona a la fibra y es absorbido por ella, pudiendo consecutivamente atraer el colorante. Este término se usa principalmente para los colorantes que se adicionan usando óxidos metálicos como mordiente. Especialmente se emplean como mordientes los óxidos de aluminio y cromo por formar precipitados insolubles. NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: PRACTICA NO. 2 METODO CPS DIRECTO O EN FRESCO OBJETIVOS: Realizar el método directo en una muestra de materia fecal. Generar un reporte en base a los resultados obtenidos. INTRODUCCIÓN: El método directo es un método cualitativo que presenta varias ventajas, una de ellas es que necesita menos equipo, es sencillo de realizar, se puede llevar a cabo de inmediato una vez recolectada la muestra, los exámenes ordinarios se hacen con solución salina isotónica (0.85%) y lugol (parasitológico). si se emplean heces preservadas, el formol sirve de diluyente, y no suele necesitarse más solución salina isotónica para las preparaciones húmedas. Las preparaciones no teñidas son de especial valor para el estudio de parásitos vivos, como trofozoitos de protozoarios móviles, huevos de helmintos y larvas de nematodos. El lugol se emplea principalmente para la búsqueda e identificación de quistes huevos y larvas, con base a sus características. Este método ha sido indicado como excelente para búsqueda de trofozoitos. Antonio Van Leeuwenhoek, a mediados del siglo xvii fue el primero en utilizar este método al observar directamente en sus propias heces fecales trofozoitos de giardia lambia parasito intestinal. La mezcla normal en el tracto intestinal por lo general no asegura una distribución uniforme de trofozoitos de protozoarios móviles, huevos de helmintos y larvas de nematodos. Sin embargo, el examen de materia fecal directo o en fresco puede revelar o no parásitos, dependiendo la intensidad de la infección. En los casos de amibiasis intestinal aguda, se deberán buscar los trofozoitos de Entamoeba histolytica mediante examen directo. Las muestras serán obtenidas de evacuaciones recientemente emitidas (frescas), sin administrar purgante al paciente para obtenerlas, deberán ser procesadas de inmediato sin haberlas sometido a cambios bruscos de temperatura, si no se observan estos señalamientos, los trofozoitos se lisan y ya no se detectan en las muestras. cuando se trata de adultos, las muestras se obtienen fácilmente depositándolas en frascos limpios y de boca ancha de acuerdo a la normatividad vigente, algunas veces se tiene que recurrir a la rectosigmoidoscopia para observar el tipo de lesiones y tomar las muestras de materia fecal, biopsias o raspados de las ulceras para buscar las amibas. Cuando se trata de lactantes, no es conveniente obtener la muestra del pañal, por que con frecuencia ya se habrán destruido los trofozoitos al absorberse los líquidos por el pañal, por lo que la recolección de muestra se realizara por medio de una sonda (lavado intestinal), directamente por la parte del ano con solución salina isotónica y se analizara lo más pronto posible. Hay que recordar que la tardanza en el diagnóstico y tratamiento aumentan el riesgo de perforación intestinal, sobre todo en los lactantes. FUNDAMENTO: La solución salina isotónica proporciona las condiciones adecuadas para que la célula se mantenga viva. el medio –ideal- para todo tipo de parasito que pueda encontrarse en las muestras de heces, en cualquier etapa de su desarrollo, es la solución salina fisiológica. El lugol en la práctica ha demostrado su eficacia para la tinción e identificación de quistes, huevos y larvas de parásitos intestinales. MATERIAL: Muestra fecal. Aplicadores de madera o palillos. Portaobjetos. Cubreobjetos. Solución salina isotónica (0.85%) Lugol (parasitológico) DESARROLLO: En dos portaobjetos colocar por separado, en cada extremo, una gota de solución salina isotónica y otra de lugol. GOTA DE LUGOL. GOTA DE SALUCION SALINA. Con el aplicador recolectar una muestra de 1 a 4 mg de heces. Mezclar con la solución salina isotónica, procurando hacer una suspensión y no un frotis. MEZCLANDO CON LUGOL. MEZCLANDO CON SOLUCION SALINA. Quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos sólidos. PREPARACIÓN CON LUGOL. PREPARACIÓN CON SOLUCIÓN SALINA. Cubrir con el cubreobjetos. Examinar al microscopio, observando con objetivos de 10x y 40x. PREPARACION CON MUESTRA SALINA. 40x 10x PREPARACIÓN CON LUGOL. 40x 10x FORMA DE REPORTAR: Anotar los datos necesarios en el formato correspondiente (previamente solicitado). Para el reporte del examen microscópico si no se encuentra forma parasitaria alguna, reportar como negativo, si se encuentra alguna o algunas formas parasitarias, reportar primero la fase o estadio en que se encuentra y enseguida el nombre del parasito escribiendo el género con mayúscula y la especie con minúscula subrayando ambos. Por ejemplo. Quistes de Entamoeba histolytica. VENTAJAS DEL METODO.  Sencillez y rapidez para llevarlo a cabo, económico  Ambos tipos de montaje se pueden preparar y estudiar en un mismo portaobjetos.  Esta técnica es más útil para encontrar trofozoitos de amibas y flagelados.  Permite observar la movilidad de los organismos, la cual con mucha frecuencia es característica y sirve para hacer identificación exacta. DESVENTAJAS.  Las preparaciones con lugol, pueden no ser satisfactorias debido a que se destruyen los trofozoitos.  La muestra utilizada es tan pequeña que es poco representativa. PRECAUCIONES:  Una preparación satisfactoria debe tener densidad ligeramente opaca, pero ser lo bastante delgada para permitir realizar la lectura.  Se deben ver perfectamente bien los elementos en la preparación, sin que se dificulte la observación por el exceso de burbujas y detritos microscópicos.  En heces liquidas y semilíquidas hay que seleccionar el moco sanguinolento o los esfácelos delgados del tejido, y en heces formadas, hacer raspados para obtener material de la superficie en varias partes de la masa fecal.  Examinar por lo menos tres muestras antes de considerar negativos los resultados.  La materia fecal es potencialmente infectante, por lo que se tendrán los cuidados necesarios para su manejo.  Esquemas de las actividades desarrolladas durante la práctica: HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES DEL PARASITO. EN EL SIGUIENTE RECUADRO REPORTA LA IMAGEN O IMÁGENES DEL PARASITO ENCONTRADO EN LA MUESTRA ANALIZADA, INDICANDO EL ESTADIO AL QUE CORRESPONDE EN LA MUESTRA ANALIZADA, COMPLETA LA INFORMACION CORRESPONDIENTE EN LAS LINEAS DE ABAJO DE ACUERDO A LO OBSERVADO. NO SE ECONTRÓ NINGUN PARASITO. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: ________________________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: ____________________________________ ___________________________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA__________________________________________________ ___________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION_____________________________________________________ METODO UTILIZADO: ___________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (GENERAR A COMPUTADORA, EL FORMATO A GUSTO PERSONAL, QUE CUMPLA CON TODOS LOS REQUISITOS). CUESTIONARIO: 1.- ¿Cómo se prepara la solución salina isotónica y por qué mantiene vivos los trofozoitos? Esta solucion sirve como un amortiguador, que evita el paso exagerado de agua para afuera de las celulas como para adentro. 2.- ¿En qué consiste la técnica de amiba en fresco y cuando se utiliza? El diagnostico de la técnica amiba se realiza demostrando la presecia de trozoitis. 3.- ¿Anote la o las diferencias de un método coproparasitoscopico y un coproparasitoscopico seriado? El coproparaisitotoscopico es para buscar parasitos en especial a los trofozoitos o los quistes maduros que son desechados por las heces fecales. El coprologico general, pues como su nombre lo dice, estudia tus heces en busca de Bacterias, Parasitos y algunos otros microorganismos que puedas desechar.  4.- ¿Que contiene el lugol parasitológico y por qué colorea a las formas parasitarias? Fue un médico francés apellidado Lugol quien descubrió que el yodo, que es prácticamente insoluble en agua, se disuelve fácilmente añadiendo yoduro potásico. Por este motivo, la disolución de yodo con yoduro de potasio en agua se llama reactivo o líquido de Lugol, o simplemente Lugol. 5.-Define que es un detritus. Restos que quedan de la desintegración y deterioro de vegetales y animales. Residuos de descomposición de un cuerpo. 7.- Anota la diferencia entre parasitosis y parasitismo. Sistema de vida de los parásitos. CONCLUSIONES Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. Este método coproparasitoscopico en fresco es muy sencillo y no es muy costoso, ya que los materiales ocupados para este examen son pocos. Lamentablemente el examen no arrojo los resultados que esperábamos pero aun así no nos quedamos insatisfechos puesto que ahora tenemos un conocimiento mas para ocupar  en la vida laboral futura y trataremos de identificar mas cosas en las siguientes muestras.  POSIBLES CAUSAS DE ERROR: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: Practica N° 3 ECP POR FLOTACION SIMPLE CON SOLUCION SALMUERA (METODO DE WILLIS) OBJETIVO: Realizar el método coproparasitoscópico por flotación, identificar quistes, huevos o larvas de parásitos intestinales, citar ventajas y desventajas del mismo. INTRODUCCION: La aplicación de los métodos de flotación nos permite detectar elementos parasitarios que estén presentes y se examina una cantidad mayor de heces en menor volumen. La aplicación de métodos de concentración permite detectar elementos parasitarios que estén presentes y se examina una cantidad mayor de heces en menor volumen. Los métodos pueden ser de flotación o de sedimentación.  En los métodos de flotación, las muestras fecales se mezclan con una solución de alta densidad de modo tal que los elementos parasitarios floten y puedan recogerse de la superficie. Los métodos de flotación comúnmente utilizados son: Fulleborn, Willis, Faust y Sheater. Se describe la técnica de Willis por ser la de mayor practicidad para huevos de helmintos. Para cualquiera de los métodos se debe homogeneizar la muestra fecal (entre 5-10 g) más agua de la llave (aproximadamente la mitad del recipiente). Método de flotación de Willis Se recolectan 5 ml de la solución homogenizada con 5 ml de una solución de Willis (solución saturada de cloruro de sodio, densidad 1200). se mezcla bien y se vuelca pasándola por doble capa de gasa a un frasco de boca estrecha o a un tubo de centrifuga. Se completa con solución hasta el borde. Se coloca un cubreobjetos sobre la boca del frasco o tubo dejándolo reposar 10 minutos, levantar el cubre objetos con cuidado y colócalo sobre un portaobjetos. observar al microscopio inmediatamente, ya que la preparación seca rápidamente. Utilizar objeto 10x y 40x Salmueras: se designa con este nombre a las soluciones de sal comestibles en agua microbiológicamente potable, adicionadas o no de azúcar, vinagre, o ácido láctico, aceite y otras sustancias autorizadas o no con diversas especias y plantas. Deberá estar limpia de olores anormales o materias extrañas: será vertida en un frasco limpio y transparente. La solución concentrada de cloruro de sodio empleada en este método coproparasitológico se prepara hirviendo una solución con exceso de sal, se enfría y se filtra. MATERIAL 2 tubos de ensayo Aplicadores de madera Cubreobjetos Portaobjetos REACTIVOS Agua de la llave Solución de salmuera Lugol Material fecal PROCEDIMIENTO: Realizar el examen físico de la muestra Homogenizar la muestra agregando agua de la llave hasta la mitad de este. Homogenizar la suspensión 4. Pasar la suspensión a un tubo de ensaye a través de una malla fina o una gasa doble, aproximadamente a la mitad del volumen del tubo. Colocar el tubo en una gradilla. Agregar la solución de salmuera hasta el borde del tubo Colocar el cubreobjetos en el extremo superior del tubo y dejar reposar por 10 -15 minutos. Pasar el cubreobjetos sobre un portaobjetos que tiene previamente una gota de Lugol. Observar las preparaciones en el microscopio con objetivo 10x y 40 x 10x 40x Reportar lo observado. HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES DEL PARASITO (RESULTADOS). EN EL SIGUIENTE RECUADRO REPORTA LA IMAGEN O IMÁGENES DEL PARASITO ENCONTRADO EN LA MUESTRA ANALIZADA, INDICANDO EL ESTADIO AL QUE CORRESPONDE EN LA MUESTRA ANALIZADA, COMPLETA LA INFORMACION CORRESPONDIENTE EN LAS LINEAS DE ABAJO DE ACUERDO A LO OBSERVADO. NO SE ENCONTRO UN PARASITO, SOLO RESTOS DE COMIDA. Nombre del parasito: ________________________________________________ Grupo taxonómico: _________________________________________________ Parasitosis que causa: ______________________________________________ Estadios de desarrollo que presenta en su ciclo de vida: ____________________ Órgano(s) (sitio) que parasita__________________________________________ _________________________________________________________________ Tinción utilizada para su observación___________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos). CUESTIONARIO. 1.- ¿Cómo se clasifican los métodos de estudio CPS? ¿El método de Willis a que clasificación pertenece? Método del CPS mediato directo. Método de flotación – centrifugación para concentración de quistes y huevos de parásitos. Método de Willis: éste es un método de flotación, utilizando la solución de Willis (cloruro de sodio diluido) a saturación. 2.- ¿Qué es una salmuera? Agua saturada de sal. 3.- ¿Qué efecto tiene la solución salmuera en las formas parasitarias? explique y esquematice La salmuera es utilizada en métodos coproparasitoscopicos (en especial de flotación) ya que tiene una alta densidad, y permite que los parásitos floten pudiendo asi corregirse de la superficie. También “deshidrata” a los parásitos, por lo tanto los mantiene en condiciones optimas para observarlos al microscopio. 4.- Menciona las ventajas y desventajas de este método. Ventajas del uso de salmuera sódica No dañan la formación ya que son fluidos libre ... Desventajas de la salmuera con polímeros y desinfectantes 5.- ¿Qué sucede con la laminilla preparada si se analiza después de 20 minutos?  El objetivo de preparar una lámina delgada es el de conseguir un grosor de la roca muestreada tan pequeño que permita que la luz la atraviese. CONCLUSIONES En esta practica realizamos dos muestras diferentes, en la primera no encontramos nada interesante solo logramos ver restos de alimentos y en la segunda un campo de quistes en especial de Entamoeba histolitica.                COMENTARIOS ES una práctica muy fácil de realizar y sencilla que no necesita de mucho material de laboratorio ni reactivos, esta basada principalmente en la utilización del cloruro de sodio. Obtuvimos buenos resultados ya que encontramos un quiste de Entamoeba histolitica. Espero que las de más prácticas que se presenten obtengamos buenos resultados como en esta. BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 3 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Practica N° 4 TRICHOMONIASIS. OBJETIVOS: Describir la morfología de las Trichomonas. Conocer lo métodos de diagnóstico utilizados en enfermedades causadas por cada una de ellas. Describir las enfermedades, hábitat y sintomatología de cada una de las trichomonas. Introducción: La infección por trichomonas se presenta en todo el mundo y se estima que hay tres millones de casos nuevos al año en E.U. y América. la incidencia se correlaciona en forma muy importante con el número de parejas sexuales. Las trichomonas son flagelados que poseen de tres a cinco flagelos anteriores, una membrana ondulante, un axostilo y un citostoma. Existen tres especies de trichomonas, que son: Trichomona tenax que se localiza en las hendiduras periodontales anaeróbicos de la boca, no se le ha demostrado una función patológica. Trichomona vaginalis, se localiza en vagina y uretra y es causante de la vaginitis y, Trichomona hominis, que se localiza en intestino delgado en pacientes con síndrome diarreico agudo, no se le ha identificado como parásito causante de enfermedades clínicas. MATERIAL: Microscopio Centrifuga Preparaciones fijas Muestra de orina. PROCEDIMIENTO: 1.- En un tubo de ensaye 13x100agregar la orina previamente mezclada hasta las ¾ partes del tubo. 2.- Centrifugar la muestra durante cinco minutos a 3500 rpm. 3.- Decantar el sobrenadante y colocar entre porta y cubre objetos. 4.- Observar al microscopio con el objetivo de 10x y 40x buscando Trichomona vaginalis. CUESTIONARIO: 1.- ¿A qué clase, phylum, subphylum, orden y familia pertenecen las trichomonas? 2.- Dibuja el trofozoito de cada una de ellas. 3.- Menciona las enfermedades que causan cada una de ellas. 4.- Menciona la fase infectante para el hombre, de cada una de ellas. 5.- Describe y esquematiza el ciclo biológico de T. vaginalis, T. hominis y T. tenax. 6.- menciona el hábitat, patogenia y manifestaciones clínicas de cada uno de los parásitos estudiados. 7.- Menciona los métodos utilizados para el diagnóstico de cada una de ellas. 8.- Escribe que muestra biológica utilizarías para localizar cada una de ellas. ESQUEMAS DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS DURANTE LA PRÁCTICA: HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES DEL PARASITO. En el siguiente recuadro reporta la imagen o imágenes del parasito encontrado en la muestra analizada, indicando el estadio al que corresponde en la muestra analizada, completa la información correspondiente en las líneas de abajo de acuerdo a lo observado. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos). CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 4 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache PRACTICA No. 5 METODO DE FAUST OBJETIVOS: Realizar el método cualitativo de concentración por flotación de Faust. Conocer las ventajas y desventajas de este método. Identificar de las formas parasitarias existentes en la muestra procesada con este método. INTRODUCCIÓN: El método de Faust es uno de los métodos cualitativos más comúnmente empleado en la mayoría de laboratorios de análisis clínicos, por ser accesible para la mayoría de ellos. Este método puede utilizarse para muestras recientes, refrigeradas o fijadas con solución de formaldehído al 5% o 10%. Está técnica es preferida por que combina los principios de flotación- centrifugación. La flotación por centrifugación con sulfato de zinc fue introducida por faust y cols. en 1938 para concentrar tanto quistes de protozoos como huevos de helmintos y facilitar así el diagnóstico. Con las muestras ricas en grasas y ac. grasos se obtienen resultados relativamente pobres. Esta técnica se basa en la densidad del sulfato de zinc de 1.18° Baumé, que por tener mayor peso que algunas formas parasitarias ocasiona que éstas floten además no produce deformación de las mismas. Los elementos parasitarios son recuperados en la película superficial y los desechos Permanecen en el fondo del tubo. Esta técnica deja una preparación más limpia que los procedimientos de sedimentación; sin embargo, la mayor parte de los huevos de helmintos no flotan; por lo tanto, para asegurarse de la detección de todos los parásitos, se debe de examinar la película superficial y el sedimento. MATERIAL: Charola Pipeta paster Chuso Asa de platino Mechero 2 tubos de ensayo Portaobjetos Cubreobjetos. REACTIVOS: Agua de la llave Sol. de sulfato de zinc 1.18 Lugol Materia fecal. PROCEDIMIENTO: Realizar una suspensión con agua de la llave con la muestra solicitada, agregando aproximadamente ¾ partes del volumen del recipiente. Tamizar la muestra en un tubo de ensayo. Centrifugar de 3500 rpm. durante tres minutos. Decantar el sobrenadante y re suspender el sedimento con agua agitando con un aplicador. Repetir éste procedimiento, hasta que la suspensión quede clara. Decantar el sobrenadante. Agregar al sedimento de 3 a 4 ml de solución de sulfato de zinc, homogenizar perfectamente, llenando el tubo hasta 1 cm por debajo del borde. Centrifugar a 3500 rpm durante cinco minutos. Retirar el tubo de la centrífuga e inmediatamente después recoger con el asa esterilizada o con la pipeta paster, la película de la superficie que se encuentra en el menisco del tubo, depositándola en el portaobjetos. 9. Colocar una gota de lugol, homogenizar y cubrir la preparación. Homogenizar la última gota que quedo en el tubo, colocarla en una porta objetos, agregar lugol parasitológico, mezclar y observar al microscopio con objetivo 10x y 40x. Hoja de registro de observaciones del parasito (resultados). EN EL SIGUIENTE RECUADRO REPORTA LA IMAGEN O IMÁGENES DEL PARASITO ENCONTRADO EN LA MUESTRA ANALIZADA, INDICANDO EL ESTADIO AL QUE CORRESPONDE EN LA MUESTRA ANALIZADA, COMPLETA LA INFORMACION CORRESPONDIENTE EN LAS LINEAS DE ABAJO DE ACUERDO A LO OBSERVADO. 10x Con este objetico no logramos ver mucho, pensamos que lo que se ve en la imagen era un gusano, pero no. 10x Con el mismo objetivo, pero en otra parte de la muestra se logra ver fibras de comida y eso es todo. 40x Con este objetivo las fibras se pudieron observar con mejor detalle, pero sin restos de parásitos. NOMBRE DEL PARASITO: NO SE ENCONTRO NINGUN PARASITO. _____________________________________________________GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ CUESTIONARIO. ¿A qué tipo de CPS pertenece éste método? Es un método cualitativo de concentración por flotación. ¿Qué finalidad tiene realizar la suspensión de las heces? Para que la materia fecal sedimente y los huevos y larvas de protozoarios y helmintos presentes floculen. ¿Para qué se realizan los lavados con agua a la muestra? Diluir la muestra y facilitar la floculación de los parásitos. ¿Cuáles son las ventajas y desventajas de éste método? Es muy rápido y sencillo, su costo es bajo y no requiere un equipo especial para su realización, nos da una buena concentración de parasitos y se recuperan muchas estructuras parasitarias. ¿Por qué se utiliza el sulfato de zinc a una densidad de 1.18? Porque este método se basa en la diferencia de densidades, entonces la densidad de esta solución es mayor que la de los quistes de protozoarios y huevos de helmintos, y esto permite que floten. CONCLUSIÓN: Al termino de la practica pudimos notar que el uso del método de Faust es mas rápido aunque en la búsqueda de parásitos hasta el momento no hemos encontrado nada. En las practicas anteriores y en esta última solo hemos hallado fibra y restos vegetales e incluso creímos encontrar un parasito pero  no era así solo se trataba de una bolsa de aire. BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: http://citlaly-parasitologia.blogspot.mx/2011/09/tecnica-de-faust.html http://www.buenastareas.com/ensayos/Parasitologia/32665609.html http://sharon-parasitologia.blogspot.mx/2011/09/metodo-de-concentracion-flotacion-de.html NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 5 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache PRACTICA 6 FROTIS SANGUINEO OBJETIVOS: Realizar un frotis sanguíneo, útil para la búsqueda de parásitos sanguíneos. Realice la tinción de Wright e identificar células sanguíneas. INTRODUCCIÓN: La preparación y tinción de un frotis de sangre es una técnica fundamental en el laboratorio. la información que suministran estas muestras puede ser inestimable para la atención del paciente. Los frotis se pueden hacer sobre portaobjetos o cubreobjetos. Este último método permite una distribución más homogénea de los glóbulos, pero sin embargo se prefieren los portaobjetos porque: Son más fáciles de manipular. Se rompen menos. Se pueden rotular más fácilmente No requieren montaje y pueden archivarse en forma automática. Mientras más rápido es el movimiento, más espeso resulta el frotis. El espesor también depende del ángulo entre los dos portaobjetos. Mientras mayor es el ángulo más espeso resulta el frotis. Son útiles los frotis espesos en la búsqueda de parásitos (plasmodium, filarias, tripanosomas, etc.), pero para el trabajo hematológico se requieren frotis más delgados. Una vez preparadas las extensiones se dejan secar al aire antes de teñirlas. Los datos del paciente pueden escribirse sobre el portaobjetos con un diamante o sobre el frotis con un lápiz ordinario. Coloración del frotis: la tinción de Wright es ampliamente utilizada. En su preparación, la policromía del azul de metileno se obtiene por calentamiento con bicarbonato de sodio. Puede comprarse en solución lista para el uso o bajo forma de polvo, del cual se disuelve cuidadosamente 1.0 g en 600 ml de alcohol metílico. la preparación de buenas extensiones sanguíneas dependerá en gran medida de la pulcritud de los portaobjetos , así como el resto del material analítico, que debe estar perfectamente lavado en alcohol y secado, antes de preparar la extensión. MATERIAL: Portaobjetos Lancetas estériles. Torundas con alcohol. Microscopio REACTIVOS: Colorante de Wright Solución buffer de Wright Agua de la llave Aceite de inmersión. PROCEDIMIENTO: 1. Realizar la asepsia en el área a puncionar (yema del dedo) con una torunda de algodón impregnada con alcohol. 2. Realizar la punción con ayuda de una lanceta. 3. Eliminar la primera gota con una gasa. Utilizar la siguiente, colocando dos gotas sobre un portaobjetos limpio. 4. Con ayuda de otro portaobjetos, realizar el extendido como lo muestra la figura. 5. Dejar secar al aire libre. 6. Una vez secas agregar colorante de Wright, cubriendo perfectamente la extensión y dejar actuar durante 7 minutos. 7. Transcurrido el tiempo agregar solución buffer y dejar actuar durante 7 minutos. 8. Transcurrido este tiempo enjuagar con agua de la llave con chorro suave y hasta que el agua salga clara. 9. Dejar secar. 10. Agregar una gota de aceite de inmersión y observarla al microscopio con objetivo de 100x Esquemas de las actividades desarrolladas durante la práctica: Hoja de registro de observaciones del parasito (resultados). EN EL SIGUIENTE RECUADRO REPORTA LA IMAGEN O IMÁGENES DEL PARASITO ENCONTRADO EN LA MUESTRA ANALIZADA, INDICANDO EL ESTADIO AL QUE CORRESPONDE EN LA MUESTRA ANALIZADA, COMPLETA LA INFORMACION CORRESPONDIENTE EN LAS LINEAS DE ABAJO DE ACUERDO A LO OBSERVADO. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos, el llenado del mismo, también debe ser a computadora). CUESTIONARIO: 1. Mencione las zonas del cuerpo de donde se puede obtener una muestra sanguínea. 2. En una punción con lanceta, ¿por qué se elimina la primera gota de sangre? 3. Escribe los métodos utilizados en el diagnóstico de la enfermedad de Chagas y paludismo. 4. Esquematiza el ciclo biológico de cada una de estas parasitosis en el hombre y explica en qué etapa se puede utilizar una frotis sanguíneo para diagnosticar estas enfermedades. CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 6 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Practica N° 7 TINCIÓN DE KIN YOUN OBJETIVO: Conocer y aplicar la técnica de coloración de KIN YOUN en una muestra biológica. Identificar a Microsporidium sp ó Isospora belli en la muestra trabajada. INTRODUCCIÓN: Las infecciones por coccidias intestinales son relativamente enfermedades de nuevo registro en humanos y son producidas por Cryptosporidium sp, Cyclospora cayetanensis y Cystoisospora belli. A estos parásitos se les asocia con severas diarreas en pacientes inmunocompetentes e inmunodeficientes, también afecta a personas con sistema inmunológico normal cualquiera que sea su edad pero no con la severidad de los casos anteriores. El diagnostico etiológico requiere de realizar técnicas coprodiagnosticas de concentración y de tinción que permitan identificar los ooquistes y quistes presentes en la materia fecal. se requiere además de técnicas específicas como la metodología de CONATIN (concentración, aclaración y tinción) se anexa información. Esta técnica se desarrolló para mejorar el diagnóstico de las coccidios, los ooquistes se observan de color rojo cereza y el resto de azul o verde, según se utilice como colorante de contraste solución de azul de metileno, verde de malaquita o verde brillante. En el método que aquí se describe se indicara el último. Fig. No 1. Cystoisospora teñida con el método de Kinyoun. Fuente: Biagi F. Enfermedades parasitarias Cryptosporidium sp. Ooquistes. Examen en fresco y Tinción ácido alcohol. Chiang Mai University, Thailand y CDC. MATERIAL: Tubos de ensaye 13x100 Asa de platino Mechero bunsen Centrifuga Porta y cubre objetos Microscopio. MATERIAL BIOLÓGICO: Materia fecal. REACTIVOS: Metanol. Hidróxido de sodio 0.2n SSI Acido. Sulfúrico al 10% Éter etílico Carbol fucsina al 1%. Verde brillante. DESARROLLO: 1. Desarrollo de la técnica. 2. Realizar un frotis de la muestra. 3. Dejar secar perfectamente. 4. Cubrir la preparación con unas gotas de alcohol metílico y deje que seque. 5. Cubrir la preparación con el colorante de fucsina durante 5 min. 6. Lavar con alcohol ácido y enjuagar con agua corriente. 7. Agregar verde de malaquita o azul de metileno dejar actuar durante 1 min., lavar con agua corriente y dejar secar. 8. Observar con objetivo de inmersión. 9. Interpretación de la prueba: los parásitos ácidos alcohol resistentes se tiñen de color rojo. ESQUEMAS DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS DURANTE LA PRÁCTICA: HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES DEL PARASITO (RESULTADOS). En el siguiente recuadro reporta la imagen o imágenes del parasito encontrado en la muestra analizada, indicando el estadio al que corresponde en la muestra analizada, completa la información correspondiente en las líneas de abajo de acuerdo a lo observado. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos, el llenado del mismo, también debe ser a computadora). CUESTIONARIO: 1.- Cita las características morfológicas de la forma infectante de los parásitos citados en la introducción de la práctica 2.- Anota la patogenia de cada uno de ellos 3.- ¿En qué consiste el método del CONATIN? 4.-Esquematiza y explica la acción de cada uno de los reactivos utilizados en la técnica de Ziehl Neelsen. CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 7 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Practica Nº 8 METODO DE RICHIE OBJETIVO: Realizar correctamente la técnica de RICHIE. Localizar parásitos en heces fecales utilizando sustancias que permitan su observación y conservación. INTRODUCCIÓN: Es un método muy eficiente, pues se utiliza para la búsqueda de huevos quistes y larvas de helmintos, no importa la densidad que tengan, hace muy buena concentración de estas formas parasitarias, pues eliminan bastantes detritus orgánicos con el éter. El motivo por el cual se utiliza formaldehido es para mantener la integridad de las formas parasitarias que concentra, por sus características como fijador. Este procedimiento es muy eficiente pues tiene la ventaja de remover material lípido y coloidal para obtener un sedimento claro y también examinarse horas o incluso días, puesto que lo conserva el formaldehido. MATERIAL: Gradilla Centrifuga Tapón de hule Pipeta Pasteur Embudo de vidrio o polietileno Gasa Tubos 13x100 Abate lenguas MATERIAL BIOLÓGICO: Materia fecal. REACTIVOS: Éter etílico SSI Solución de formaldehido al 10% PROCEDIMIENTO: 1.- Colocar 5 ml de SSI en un tubo de ensaye, con el abate lenguas agregar 2 gr de muestra fecal, homogenizando con el mismo abate lenguas 2.- Se pasa la suspensión a través de una gasa colocada en el embudo y recibiendo el contenido en otro tubo 3.-Se centrifuga durante un minuto a 2000 rpm 4.- Se decanta el sobrenadante y se suspende con solución salina el sedimento, Centrifugar, decantar y re suspender las veces que sean necesarias para obtener un sobrenadante claro. 5.- Al último sedimento, se le agregan 2.5 ml de solución de formaldehido al 10% se mezcla y se deja reposar durante 10 minutos. 6.- Se añaden 1.25 ml de éter, se tapan los tubos con tapones de hule y se agitan enérgicamente durante 30 seg. 7.- Se centrifuga durante 2 min a 1500 rpm 8.- Después de centrifugar se observan cuatro capas: 1° éter en la superficie, 2°tapon de restos fecales, 3° formaldehido y 4° sedimento en el fondo del tubo conteniendo los elementos parasitarios. 9.- Se introduce la pipeta Pasteur a través de las capas hasta llegar al sedimento, se extrae con cuidado una gota del mismo y se coloca sobre un portaobjetos. 10.- Se le añade una gota de Lugol parasitológico, con uno de los ángulos del cubre objeto se homogeniza, colocando el mismo. 11.- Se observa la preparación en el microscopio con objetivos de 10x y 40. ESQUEMAS DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS DURANTE LA PRÁCTICA: Hoja de registro de observaciones del parasito (resultados). En el siguiente recuadro reporta la imagen o imágenes del parasito encontrado en la muestra analizada, indicando el estadio al que corresponde en la muestra analizada, completa la información correspondiente en las líneas de abajo de acuerdo a lo observado. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos, el llenado del mismo, también debe ser a computadora). CUESTIONARIO: 1. ¿Qué utilidad tiene este método? 2. ¿Para qué sirve el formaldehido? 3. ¿Qué ventajas tiene este método? 4. ¿Qué capas se observan en el tubo de ensaye después de la última centrifugación? 5. ¿A qué se le llama SSI? CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 8 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Practica Nº 9 METODO DE GRAHAM OBJETIVO: - El alumno será capaz de realizar la prueba que evidencia la presencia de oxiuros por el método de raspado anal. Introducción: Este es el clásico método de raspado perianal para obtención de huevos de Enterobius vermicularis. Fue HELLER en 1876 quien ideo el raspado anal para la obtención de huevos de oxiuros; más tarde en 1941, GRAHAM introduce su técnica de raspado, utilizando para ello, la cinta de celofán adhesiva. Mazzotti, en 1946, recomienda esta técnica para la búsqueda de huevos de Taenia sp. En la práctica, también se han encontrado huevos de A. lumbricoides, T trichiura e Hymenolepis nana. MATERIAL: Portaobjetos Abate lenguas Cinta adhesiva Microscopio PROCEDIMIENTO: 1. Se le dan instrucciones al paciente para que llegue temprano al laboratorio, para la toma de muestra; que no se bañe ni defeque, para evitar el arrastre mecánico de los huevos de E. vermicularis. 2. Se toma el abate lenguas y en un extremo se coloca con la parte adherente hacia afuera; se sujetan ambos con los dedos pulgar e índice 3. Se coloca al paciente en posición gena pectoral, exponiendo el esfínter anal y el periné. 4. Se hace un raspado sobre la región perianal moviendo el abate lengua con la cinta hacia izquierda, derecha, arriba y abajo; por último se hace un raspado en la región perianal. 5. Se separa cuidadosamente la cinta del abate lenguas 6. Se adhiere la cinta al portaobjetos, anotando en un extremo del mismo, nombre, edad y sexo del paciente 7. Se lleva la preparación al microscopio y se observa con objetivos de 10x cambiando al de 40x, cuando se tenga duda. 8. Cuando no se vean los huevos inmediatamente, se marca la cinta con un lápiz de cera para indicar la zona en que se encuentre el material perianal, se levanta un extremo para exponer dicha zona, se deposita una gota de tolueno sobre el portaobjetos y se vuelve aplicar la cinta en el mismo sitio. el tolueno hace desaparecer practicamente todos los elementos, excepto los huevecillos y pelos. Esquemas de las actividades desarrolladas durante la práctica: Hoja de registro de observaciones del parasito (resultados). En el siguiente recuadro reporta la imagen o imágenes del parasito encontrado en la muestra analizada, indicando el estadio al que corresponde en la muestra analizada, completa la información correspondiente en las líneas de abajo de acuerdo a lo observado. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos, el llenado del mismo, también debe ser a computadora). CUESTIONARIO: 1. ¿Cuándo es útil la técnica de Graham? 2. ¿Qué organismos y en que fase se pueden encontrar por medio del raspado anal? 3. ¿Cómo se debe utilizar el abate lenguas y como debe estar colocada la cinta para realizar el raspado anal? 4. ¿Qué función tiene el tolueno? CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 9 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache PRACTICA 10 METODO DE STOLL OBJETIVO: Conocer y realizar la técnica de Stoll que corresponde a un examen CPS cuantitativo, utilizarlo para la búsqueda de huevecillos de helmintos. ANTECEDENTES. Esta técnica fue ideada y desarrollada por Stoll para cuantificación de huevos de Uncinarias. Es un método bastante antiguo, fue publicado en 1923; dadas sus características es uno de los más exitosos en encuestas epidemiológicas no solo en Uncinariasis sino en muchas helmintiasis. UTILIDAD. No obstante que fue diseñado para infecciones por uncinarias, las bondades del método lo han hecho popular y útil en todo tipo de helmintiasis en que se necesita hacer una evaluación de la intensidad. Su fundamento es básicamente aritmético, los cálculos son muy simples se basan en las diluciones empleadas. Limitaciones. Debido a que la cantidad de muestra para hacer la dilución es pequeña en comparación con el relativamente grande de la solución de hidróxido de sodio, las posibilidades de evaluar con éxito las helmintiasis moderadas están disminuidas, pues todavía se manejan volúmenes de materia fecal aún más pequeños que los que se utilizan en el examen directo. Por el hecho de no utilizar tinción temporal, no se observan los quistes, pues se aclaran con el hidróxido de sodio, por tanto es un método específico para helmintiasis. MATERIAL: Probetas graduadas de 100 ml con tapón esmerilado Pipeta de 1 o 2 ml graduadas en milésimas Varillas de vidrio de 20 cm de longitud 25 perlas de vidrio de 3 mm de diámetro. REACTIVOS Hidróxido de sodio químicamente puro Soluciones Solución 0.1 n de hidróxido de sodio MUESTRA BIOLOGICA Materia fecal. DESARROLLO 1.- En una probeta se colocan 56 ml de la solución de hidróxido de sodio 2.- Se añade materia fecal hasta el nivel de 60 ml, ayudándose para esto con la varilla de vidrio. 3.- Se añaden las perlas de vidrio se tapa la probeta. 4.- Agitar vigorosamente durante un minuto, hasta formar una suspensión homogénea 5.- Se deja en reposo la probeta; se toma inmediatamente la pipeta serológica, se Introduce hacia la parte media de la suspensión 6.- Se recolectan 0.075 ó 0.15 ml de la suspensión que se colocan sobre un portaobjetos, colocar el cubreobjetos. 7.- Se observa la preparación al microscopio con el objetivo seco débil y seco fuerte. 8.- Se observan absolutamente todos los campos de la preparación, se cuentan los huevos encontrados. Para esto se sigue siempre una rutina que puede ser de arriba abajo o de un lado a otro. FORMA DE REPORTAR El número de huevos o larvas contados en todos los campos de la preparacion se multiplica por los siguientes factores, según se halla recolectado ( 0.075 ó 0.15 ml de la suspensión). Factores de corrección para el reporte HECES MUESTRA FACTOR DURAS 0.075 200 PASTOSAS 0.075 400 LIQUIDAS 0.075 800 DURAS 0.15 100 PASTOSAS 0.15 200 LIQUIDAS 0.15 400 El resultado se expresa en huevos o larvas por ml de heces (hmlh ó lmlh); por ejemplo si la materia fecal es pastosa y si encontramos 4 huevos de Hymenolepis nana por todos los campos entonces: 4x200= 800 Se reportara así: POSITIVO” 800 hmlh DE Hymenolepis nana Esquemas de las actividades desarrolladas durante la práctica HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES DEL PARASITO (RESULTADOS). En el siguiente recuadro reporta la imagen o imágenes del parasito encontrado en la muestra analizada, indicando el estadio al que corresponde en la muestra analizada, completa la información correspondiente en las líneas de abajo de acuerdo a lo observado. NOMBRE DEL PARASITO: _______________________________________________________ GRUPO TAXONOMICO: _________________________________________________________ PARASITOSIS QUE CAUSA: _____________________________________________________ ESTADIOS DE DESARROLLO QUE PRESENTA EN SU CICLO DE VIDA: _________________ _____________________________________________________________________________ ORGANO(s) (SITIO) QUE PARASITA_______________________________________________ TINCION UTILIZADA PARA SU OBSERVACION______________________________________ METODO UTILIZADO: __________________________________________________________ REPORTE DEL PACIENTE (Generar a computadora, el formato a gusto personal, que cumpla con todos los requisitos, el llenado del mismo, también debe ser a computadora). CUESTIONARIO: 1. ¿Cuáles son las principales especies de helmintos transmitidos por el suelo que Infectan al humano? 2. Cuáles son los mecanismos por lo que los helmintos afectan el estado nutricional de las personas? 3. Defina el término morbilidad CONCLUSIÓN: Con sus propias palabras de una conclusión de la técnica realizada, si utilizo alguna bibliografía anótela. POSIBLES CAUSAS DE ERROR: BIBLIOGRAFIA EMPLEADA: NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO: FECHA: ANEXO PRACTICA No. 10 LISTA DE COTEJO Guía de observación Nombre del alumno, semestre, grupo y equipo Nombre del Profesor MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache Plantel CBTis No. 3 Localidad y Estado Tlaxcala, Tlax. Fecha de aplicación Septiembre 2017 Módulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC MICROBIOLOGICAS Submódulo IDENTIFICA MO CON BASE A TEC PARASITOLOGICAS Contenido ESTUDIO DE LOS PROTOZOARIOS Producto Aspecto a observar Ponderación Resultado Observaciones Reporte de práctica Orden y limpieza en su persona y en su lugar de trabajo 1.0 % Realiza correctamente la técnica y el enfoque al microscopio. 1.0% Interpreta resultados (HOJA DE OBSERVACIONES DEL PARASITO) 2.5% Realiza el reporte del paciente correctamente. 2.5% Reporta de cuestionario completo 1.0% Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Elabora conclusión(s) del trabajo realizado Identifica posibles causas de error en la práctica 0.5% Entrega reporte, sin faltas de ortografía limpio y en tiempo y forma. 0.5% Incluye Bibliografía 0.5% TOTAL 10% VALIDO: MD. Gerardo OJJ. Meléndez Toache GLOSARIO DE TERMINOS BIBLIOGRAFIA: Tay-Lara Velasco-Gutiérrez Parasitología Médica Editorial Méndez México Chester Beager Rodney Clifton Cupp.Parasitología Clínica Editorial Salvat. México Cruz López Otón Parasitología Editorial. Méndez Editores México Laboratorio Diagnóstico Clínico, Todd Sanford y Davidsohn Editorial Marban. Manual para técnicas de Laboratorio, Oppenheim , Editorial Panamericana. QFB. Imelda Rojas Flores Manual de Técnicas Parasitológicas CBTIS3 FIRMAS DE REVISION Y AUTORIZACION MANUAL DE PROCEDIMIENTOS ESPECIALIDAD DE LABORATORIO CLÍNICO CBTIS No.3 “IDENTIFICA MICROORGANISMOS MEDIANTE TECNICAS PARASITOLOGICAS” CODIGO: CBTis03-LC-MP-IIIS-002 REV. 1 _________________________________________________________________ MED. GERARDO O.J.J. MELÉNDEZ TOACHE AGOSTO 2017